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Flechten-Exkursionen 2020 und 2021 im Rahmen der Saarländischen Akademie für Artenkenntnis

Datum: 

06.12.2021
Flechten-Exkursionen im Rahmen der Saarländischen Akademie für Artenkenntnis

Ort: 

Saarland, diverse Orte
Parmotrema perlatum - Foto: Erwin Breit
Parmotrema perlatum - Foto: Erwin Breit

Im Rahmen der SAKA (Saarländische Akademie der Artenkenntnis) sind bisher drei Exkursionen durchgeführt worden. Die erste 2020 diente der Evaluation. Die ersten beiden Exkursionen führten in die direkte Umgebung des Veranstaltungsortes, die erste nordwestlich, die zweite südöstlich des Gebäudes. Sie waren Bestandteil des jeweiligen Anfänger-Kurse. Ziel der dritten Exkursion war ein ehemaliger Absatzweiher einer Grube im Saarkohlewald. Dort hat Erwin Breit, Teilnehmer am ersten Flechtenkurs, eine seltsame Becherflechte gefunden. Punktgenau erschien in der Publikation von Mies et al. (2021: 30) eine Abbildung genau dieser Flechte, welche mehr Sicherheit der Bestimmung bewirkte. Der Nachweis dieser seltenen Flechte, die zuvor im Saarland nur vom ehemaligen Zollbahnhof bei Homburg bekannt war (John 1998: 143) animierte zum Besuch des Standortes, zumal der bis dahin einzige Standort im Saarland vernichtet wurde.

Abkürzungen:

Be       Beton, Mörtel
E         Erde
Ei        Eisen
Fl        Flechten
Kl        Klinkerteine
Ko       Koniferen (Abies concolor)
Kr        im Kronenraum
La        Laubbäume (Acer pseudoplatanus, Juglans regia, Quercus petraea, Tilia sp., Salix sp.)
RLDE  Einstufung in der Roten Liste Flechten Deutschland nach Wirth et al. (2011)
RLSL  Einstufung in der Roten Liste Flechten Saarland nach John (2020)
S          Sträucher (Salix sp., Sambucus nigra)
Sa        Sandstein
Sc        Schlacke, Berge
St        am Stamm
EUZ    Eutrophierungszeiger nach VDI (2005)
KWZ   Klimawandelzeiger nach VDI (2017)

Die Nomenklatur richtet sich nach Printzen et al. (2021). Die deutschen Namen können in Cezanne et al. (2016) nachgelesen werden.

1. Exkursion

Deutschland, Saarland, TK25: 6608/232, 300 m ü.NN, Zentrum für Biodokumentation, Reden, Parkplatz am Eingang und Denkmal westl. der Strasse, 15.2.2020, Leitung und det. V. John

 

Flechten                                Substrat                               

Amandinea punctata (Hoffm.) Coppins & Scheid. — La-Kr
Arthonia radiata (Pers.) Ach. — La-St
Athallia cerinella (Nyl.) Arup, Frödén & Søchting — La-Kr
Athallia holocarpa (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Be; EUZ
Bacidina adastra (Sparrius & Aptroot) M.Hauck & V.Wirth — Kl
Buellia griseovirens (Sm.) Almb. — La-Kr
Candelariella aurella (Hoffm.) Zahlbr — Be
Candelariella efflorescens agg./steril — La-Kr
Candelariella medians (Nyl.) A.L.Sm. — Be
Candelariella vitellina (Hoffm.) Müll.Arg. — Sa
Catillaria nigroclavata (Nyl.) J.Steiner — La-Kr
Circinaria contorta (Hoffm.) A.Nordin, Savić & Tibell — Be
Cladonia fimbriata (L.) Fr. — Sa
Evernia prunastri (L.) Ach. — La-Kr
Flavoparmelia caperata (L.) Hale — Sa; KWZ
Flavoplaca citrina (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Be; EUZ
Flavoplaca oasis (A.Massal.) Arup, Frödén & Søchting — Be
Halecania viridescens Coppins & P.James — La-Kr; KWZ
Hypogymnia physodes (L.) Nyl. — La-Kr
Hypogymnia tubulosa (Schaer.) Hav. La-Kr
Lecania cyrtella (Ach.) Th.Fr. — La-Kr
Lecania naegelii (Hepp) Diederich & van den Boom — La-Kr
Lecanora carpinea (L.) Vain. — La-St
Lecanora chlarotera Nyl. — La-St
Lecanora conizaeoides Cromb. — Ko-St
Lecanora expallens Ach. — Ko-St
Lecanora symmicta (Ach.) Ach. — La-Kr
Lecidella elaeochroma (Ach.) M.Choisy — La-St
Lecidella stigmatea (Ach.) Hertel & Leuckert — Be
Lepraria incana (L.) Ach. — La-St, Sa
Melanelixia glabratula (Lamy) Sandler & Arup — Sa
Melanelixia subaurifera (Nyl.) O.Blanco et al. — La-Kr
Melanohalea exasperatula (Nyl.) O.Blanco et al. — La-Kr, Ko-Kr
Parmelia saxatilis (L.) Ach. — Sa, La-Kr
Parmelia sulcata Taylor — Sa, La-Kr, Ko-Kr
Pertusaria pertusa (Weigel) Tuck. — La-St
Phaeophyscia orbicularis (Neck.) Moberg — La-Kr; EUZ
Phlyctis argena (Spreng.) Flot. — La-St
Physcia adscendens H.Olivier — La-St, La-Kr, Ko-St, Ko-Kr; EUZ
Physcia stellaris (L.) Nyl. — La-Kr
Physcia tenella (Scop.) DC. — La-St, La-Kr, Ko-St, Ko-Kr; EUZ
Polycauliona polycarpa (Hoffm.) Frödén, Arup & Søchting La-St, La-Kr; EUZ
Polyozosia albescens (Hoffm.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — Sa
Polyozosia dispersa (Pers.) S.Y.Kondr., Lőkös & Farkas — Sa; EUZ
Polyozosia persimilis (Th. Fr.) S.Y.Kondr., Lőkös & Farkas — La-Kr
Polyozosia semipallida (H.Magn.) S.Y.Kondr., Lőkös & Farkas  Be
Psilolechia lucida (Ach.) M.Choisy — Sa
Punctelia subrudecta (Nyl.) Krog — La-Kr, Ko-Kr; KWZ
Rinodina gennarii Bagl. — Kl; EUZ
Ropalospora viridis (Tønsberg) Tønsberg — La-Kr; KWZ
Trapelia placodioides Coppins & P.James — Sa
Verrucaria nigrescens Pers. — Be
Violella fucata (Stirt.) T.Sprib. — La-Kr
Xanthocarpia crenulatella (Nyl.) Frödén, Arup & Søchting — Be
Xanthoria parietina (L.) Th.Fr. — La-St, La-Kr, Ko-Kr; EUZ

Lichenicoler Pilz

Heterocephalacria physciacearum (Diederich) Millanes & Wedin auf Physcia tenella

 

2. Exkursion

Deutschland, Saarland, TK25: 6608/232, 300 m ü.NN, Zentrum für Biodokumentation, Reden, Gelände südöstlich des Gebäudes der SAKA, 14.11.2021, Leitung und det. V. John

Flechten

Amandinea punctata (Hoffm.) Coppins & Scheid. — Ei
Athallia holocarpa (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Be; EUZ
Buellia aethalea (Ach.) Th.Fr. — Kl
Buellia griseovirens (Sm.) Almb. — La-Kr
Candelariella aurella (Hoffm.) Zahlbr. — Be
Candelariella efflorescens agg./steril — La-Kr
Circinaria contorta (Hoffm.) A.Nordin, Savic & Tibell — Be
Cladonia coniocraea (Flörke) Spreng. — E
Cladonia fimbriata (L.) Fr. — E
Evernia prunastri (L.) Ach. — La-Kr
Flavoparmelia caperata (L.) Hale — La-St; KWZ
Flavoparmelia soredians (Nyl.) Hale — La-St; KWZ
Flavoplaca citrina (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Be; EUZ
Flavoplaca oasis (A.Massal.) Arup, Frödén & Søchting — Be
Hypocenomyce scalaris (Ach.) M.Choisy — La-St
Hypogymnia physodes (L.) Nyl. — La-Kr
Hypogymnia tubulosa (Schaer.) Hav. — La-Kr
Lecanora carpinea (L.) Vain. — La-St
Lecanora conizaeoides Nyl. ex Cromb. — La-St
Lecanora expallens Ach. — La-St
Lecidella elaeochroma (Ach.) M.Choisy — La-Kr
Lecidella scabra (Taylor) Hertel & Leuckert — Sa
Lecidella stigmatea (Ach.) Hertel & Leuckert — Sa
Lepraria incana (L.) Ach. — La-St
Lepraria vouauxii (Hue) R.C.Harris — Sa
Melanelixia subaurifera (Nyl.) O.Blanco et al. — La-Kr
Melanohalea exasperatula (Nyl.) O.Blanco et al. — La-Kr
Parmelia saxatilis (L.) Ach. — La-Kr
Parmelia sulcata Taylor — La-Kr
Phaeophyscia orbicularis (Neck.) Moberg — Kl, La-St; EUZ
Phlyctis argena (Spreng.) Flot. — La-St
Physcia adscendens H.Olivier — La-St; EUZ
Physcia tenella (Scop.) DC. — La-St; EUZ
Polyozosia albescens (Hoffm.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — Be
Polyozosia dispersa (Pers.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — Be; EUZ
Protoparmeliopsis muralis (Schreb.) M.Choisy — Sa; EUZ
Punctelia jeckeri (Roum.) Kalb — La-Kr; KWZ
Punctelia subrudecta (Nyl.) Krog — La-Kr ; KWZ
Rinodina gennarii Bagl. — Kl; EUZ
Rusavskia elegans (Link) S.Y.Kondr. & Kärnefelt — Be
Trapelia coarctata (Sm.) M.Choisy — Sa
Xanthoria parietina (L.) Th.Fr. — La-St; EUZ

Algen

Trentepohlia spec.

Cyanobakterien

Nostoc spec.

Lichenicoler Pilz

Athelia arachnoidea (Berk.) Jülich

 

3. Exkursion

Deutschland, Saarland, TK25: 6707/221, 290 m ü.NN, Ehemaliger Absetzweiher nordwestlich Forsthaus Pfaffenkopf, 20.11.2021, Leitung und det. V. John

Flechten

Amandinea punctata (Hoffm.) Coppins & Scheid. — Sc
Athallia cerinella (Nyl.) Arup, Frödén & Søchting — S-Kr; RLSL D
Athallia holocarpa (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Sc; EUZ
Caloplaca cerina (Hedw.) Th.Fr. — S-Kr; RLDE 2, RLSL 2
Candelariella aurella (Hoffm.) Zahlbr. — Sc
Candelariella efflorescens agg./steril — S-Kr
Catillaria nigroclavata (Nyl.) J.Steiner — S-Kr
Circinaria contorta (Hoffm.) A.Nordin, Savic & Tibell — Sc
Cladonia cariosa (Ach.) Spreng. — E; RLDE 2, RLSL R
Cladonia chlorophaea (Sommerf.) Spreng. — E
Cladonia coniocraea (Flörke) Spreng. — E
Cladonia fimbriata (L.) Fr. — E
Cladonia furcata (Huds.) Schrad. — E
Cladonia pocillum (Ach.) Grognot — E
Cladonia rangiformis Hoffm. — E
Cladonia subulata (L.) F.H.Wigg. — E
Diploschistes muscorum (Scop.) R.Sant. — Fl; RLDE 3
Enchylium tenax (Sw.) Gray — E
Evernia prunastri (L.) Ach. — La-St, S-Kr
Flavoparmelia caperata (L.) Hale — La-Kr; KWZ
Flavoplaca citrina (Hoffm.) Arup, Frödén & Søchting — Sa; EUZ
Flavopunctelia flaventior (Stirt.) Hale — La-St
Halecania viridescens Coppins & P.James — S-Kr; KWZ
Hypogymnia physodes (L.) Nyl. — La-Kr
Hypogymnia tubulosa (Schaer.) Hav. — La-Kr
Jamesiella anstomosans (P.James & Vězda) Lücking, Sérus. & Vězda — La-Kr
Lecania naegelii (Hepp) Diederich & van den Boom — S-Kr
Lecanora carpinea (L.) Vain. — S-Kr
Lecanora chlarotera Nyl. — S-Kr
Lecidea fuscoatra (L.) Ach. — Sa
Lecidea grisella Flörke — Sa
Lecidella scabra (Taylor) Hertel & Leuckert — Sa
Lecidella elaeochroma (Ach.) M.Choisy — La-Kr
Melanelixia glabratula (Lamy) Sandler & Arup — S-Kr
Melanelixia subaurifera (Nyl.) O.Blanco et al. — S-Kr, La-Kr
Melanohalea exasperata (De Not.) O.Blanco et al. — La-Kr; RLDE 2
Parmelia saxatilis (L.) Ach. — La-St
Parmelia sulcata Taylor — La-St
Parmotrema perlatum (Huds.) M.Choisy — La-Kr; KWZ; RLDE V
Peltigera rufescens (Weiss) Humb. — E; RLDE 3
Phaeophyscia orbicularis (Neck.) Moberg — S-Kr; EUZ
Phlyctis argena (Spreng.) Flot. — La-St
Physcia adscendens H.Olivier — S-Kr, La-Kr; EUZ
Physcia stellaris (L.) Nyl. — S-Kr
Physcia tenella (Scop.) DC. — S-Kr; EUZ
Physconia grisea (Lam.) Poelt — La-St; EUZ
Platismatia glauca (L.) W.L.Culb. & C.F.Culb. — La-St
Polycauliona polycarpa (Hoffm.) Frödén, Arup & Søchting — S-Kr; EUZ
Polyozosia dispersa (Pers.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — Sc
Polyozosia persimilis (Th.Fr.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — S-Kr
Polyozosia sambuci (Pers.) S.Y.Kondr., Lökös & Farkas — S-Kr; RLDE V
Porpidia crustulata (Ach.) Hertel & Knoph — Sa
Protoparmeliopsis muralis (Schreb.) M.Choisy — Sc; EUZ
Punctelia jeckeri (Roum.) Kalb — La-Kr; KWZ
Punctelia subrudecta (Nyl.) Krog — La-Kr; KWZ
Ramalina farinacea (L.) Ach. — La-St
Rinodina gennarii Bagl. — Sc; EUZ
Rinodina pyrina (Ach.) Arnold — S-Kr
Trapelia coarctata (Sm.) M.Choisy — Sa
Trapelia glebulosa (Sm.) J.R.Laundon — Sc
Verrucaria nigrescens Pers. — Sc
Xanthoria parietina (L.) Th.Fr. — S-Kr, La-St; EUZ

Lichenicole Pilze

Athelia arachnoidea (Berk.) Jülich auf Xanthoria parietina
Erythricium aurantiacum
(Lasch) D.Hawksw. & A.Henrici auf Physcia adscendens
Heterocephalacria physciacearum
(Diederich) Millanes & Wedin auf Physcia tenella
Illosporiopsis christiansenii
(B.L.Brady & D.Hawksw.) D.Hawksw. auf Physcia tenella
Polysporina subfuscescens
(Nyl.) K.Knudsen & Kocourk. auf Acarospora
Xanthoriicola physciae
(Kalchbr.) D.Hawksw. auf Xanthoria parietina

Cyanobakterien

Nostoc spec.

Literatur: 

Cezanne, R., Eichler, M., Berger, F., Brackel, v. W., Dolnik, C., John, V. & Schultz, M. (2016): Deutsche Namen für Flechten. – Herzogia 29: 745-797.
John, V. (1998): Neue Nachweise von Flechten im Saarland. – Abh. Delattinia 24: 141 – 148.
John, V. (2017): Aktuelle Daten zu den Flechtenbiota in Rheinland-Pfalz und im Saarland. III. Die Arten der ehemaligen Sammelgattung Parmelia. — Fauna Flora Rheinland-Pfalz 13(3): 473-520.
John, V.  (2020): Rote Liste und Gesamtartenliste der Flechten (Lichenisierte Pilze) des Saarlandes. 2. Fassung. – PDF-Ausgabe 2020, Minister für Umwelt und Delattinia (Hrsg.), Saarbrücken und Landsweiler-Reden: 22 S.
Mies, B. A., Brown, G., John, V. & Zimmermann, D. G. (2021): Lichenisierte, lichenicole und saprophytische Pilze aus Nordrhein-Westfalen, Rheinland-Pfalz und dem Saarland – eine Hilfe bei der Erstellung Roter Listen. Abh. Delattinia  46: 1764.
Printzen, C., von Brackel, W., Bültmann, H., Cezanne, R., Dolnik, C., Dornes, P., Eckstein, J., Eichler, M., John, V., Killmann, D., Otte, V., Schiefelbein, U., Schultz, M., Stordeur, R., Teuber, D., Thüs, H.; unter Mitarbeit von Pier Luigi Nimis (2021): Überarbeitete Checkliste der Flechten, lichenicolen und flechtenähnlichen Pilze Deutschlands. – https://blam-bl.de/images/Neuigkeiten/Checkliste_Flechten_Deutsch
lands_2021.txt.
Verein Deutscher Ingenieure (2005): Biologische Messverfahren zur Ermittlung und Beurteilung der Wirkung von Luftverunreinigungen auf Flechten (Bioindikation). Kartierung der Diversität epiphytischer Flechten als Indikator für die Luftgüte. – VDI-Richtlinie 3957 Blatt 13. VDI/DIN Handbuch Reinhaltung der Luft 1a: 1-27. Beuth Verlag.
Verein Deutscher Ingenieure (2017): Biologische Messverfahren zur Ermittlung und Beurteilung der Wirkung von Luftverunreinigungen (Biomonitoring). Kartierung von Flechten zur Ermittlung der Wirkung von lokalen Klimaveränderungen. – VDI-Richtlinie 3957 Blatt 20, VDI/DIN Handbuch Reinhaltung der Luft, Band 1a: 1-35. Beuth Verlag.
Wirth, V., Hauck, M., Brackel, W.v., Cezanne, R., de Bruyn, U., Dürhammer, O., Eichler, M., Gnüchtel, A., John, V., Litterski, B., Otte, V., Schiefelbein, U., Scholz, P., Schultz, M., Stordeur, R., Feuerer, T. & Heinrich, D. (2011): Rote Liste und Artenverzeichnis der Flechten und flechtenbewohnenden Pilze Deutschlands. – Naturschutz und Biologische Vielfalt 70(6): 7-122.
Wirth, V., Hauck, M. & Schultz, M., unter Mitarbeit von de Bruyn, U., Bültmann, H., John, V., Litterski, B. & Otte, V. (2013): Die Flechten Deutschlands. – Ulmer, Stuttgart: 1-1244.

Autor(en): 

Dr. VolkerJohn

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Schlingnatter-Albino bei Bischmisheim

Datum: 

22.10.2021
Fund einen partiell albinistischen Schlingnatter bei Bischmisheim

Ort: 

Bischmisheim
Albino einer Schlingnatter
Albino einer Schlingnatter - Foto M. Gab

Viele Jahre beobachte ich Reptilien.

So auch Cornella austriaca, die Schlingnatter, im Wichbachtal bei Bischmisheim. Unter ausgelegten künstlichen Verstecken befand sich bei der Kontrolle ein überaus helles Exemplar darunter. Solch eine Farbvariante hatte ich noch niemals gesehen. Bei Recherchen im Internet stieß ich auf den Link. Fund einer partiellen albinistischen Schlingnatter am Magdalensberg in Kärnten 1990. Ein Gymnasiast machte beim Spaziergang diese seltene Entdeckung. Ein partieller Albinismus, das bedeutet, dass diesem Reptil gewisse Farbpigmente durch eine angeborene genetische Missbildung, durch welche die Herstellung von einem oder mehreren Pigmenten blockiert. Deshalb die Schlange nicht gänzlich weiß ist (Petzhold 1984).

Der Fund im Wichbachtal deutet mit allen Farbmerkmalen auf die partielle albinistische Schlingnatter hin.

Autor(en): 

Michael Gab

Kleines Vorkommen des Nepal-Knöterichs, Persicaria nepalensis (MEISN.) H. GROSS im Waldgebiet südlich Hermeskeil

Datum: 

01.10.2021
Kleines Vorkommen des Nepal-Knöterichs, Persicaria nepalensis (MEISN.) H. GROSS im Waldgebiet südlich Hermeskeil

Ort: 

Südl. Hermeskeil, nahe der L151, 49.634028N 6.952186E
Persicaria nepalensis
Persicaria nepalensis

Am 01.10.2021 bemerkte ich auf einem feuchten bis nassen, selten genutzten Waldweg (parallel zur L151) südlich Hermeskeil einige mickrige Pflänzchen eines Knöterichgewächses mit kopfigen, hell-violetten Blüten. Bald waren auch normal entwickelte Pflanzen gefunden, die bis 40 cm hoch wurden. Sie ähnelten etwas Buchweizen, aber es gab auch markante Unterschiede, so daß ich einige Fotos mit den auffälligsten Merkmalen anfertigte. An Hand dieser Fotos war die Artidentität schnell geklärt. Ich hatte den Nepal-Knöterich, Persicaria nepalensis, ein Neophyt, der 1991 erstmals für Deutschland gemeldet wurde, gefunden (Diekjobst 1994). Die Beschreibung der Fundumstände bei Kalveram (2015) liest sich wie ein Déjà-vu. Ein Bezug zu Wildacker-Ansaaten ist bei Hermeskeil aber wohl nicht gegeben. Die Feldflur liegt über einen Kilometer entfernt und Lichtungen, auf denen eventuell Äsungsflächen angelegt sein könnten, sind auf den Luftbildern in der Nähe ebenfalls nicht zu sehen.  

 

Literatur: 

Aboling S. (2008) Persicaria nepalensis (Meisn.) H. Gross – Erstnachweis für Niedersachsen. Flor. Rundbr. 41: 33-38.

Diekjobst H. (1994) Der Nepalesische Knöterich (Polygonum nepalense Meisn.), ein Neufund in Deutschland. Flor. Rundbr. 27(2): 90-93.

Kalveram, T. (2015): Vorkommen des Nepal-Knöterichs, Persicaria nepalensis (Meisn.) H. Gross, in der Haard (Haltern am See, Nordrhein-Westfalen). - Veröff. Bochumer Bot. Ver. 7(2): 11-14.
(https://www.botanik-bochum.de/publ/OVBBV7_2_Kalveram_Persicaria_nepalensis.pdf)

Schepers G. (2011) Erstfund von Persicaria nepalensis (Meisn.) H. Gross im Rheinland. Decheniana 164: 95-97.

Autor(en): 

A. Staudt

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Blaue Myxomyceten

Datum: 

24.08.2021

Ort: 

Lautzkirchen
Ceratiomyxa bei Lautzkirchen
Blaue Ceratiomyxa bei Lautzkirchen. - Foto K. Hofmann

Ganz in Blau kamen sie daher, obwohl es so etwas eigentlich laut Lehrbuch gar nicht gibt. Im Schwarzweiherflusstal bei Lautzkirchen entdeckte K. Hofmann von den Pilzfreunden Saar-Pfalz kleine türkisblaue Perlen auf einem Baumstumpf am Bach. Vom Aussehen zweifelsfrei ein Myxomycet, aber die Art war aufgrund mangelnder Reife zunächst nicht bestimmbar. Beim Nachreifen zu Hause entpuppte sich der blaue Schleimpilz als eine im feuchten Frühjahr sehr häufige Art, Ceratiomyxa fruticolosa var. porioides. Diese Art ist normalerweise in weiß oder gelb fruktifizierend, so auch großflächig am umliegenden Totholz.

Eine Nachfrage bei den Autoren des Standardwerkes „Myxomyceten“, Karl-Heinz Baumann und Wolfgang Nowotny, brachte zwar keine Erklärung für eine solche Blaufärbung; aber großes fachliches Interesse. Kurz darauf wurde mir über einen weiteren blauen Fund aus Mittelfrankreich berichtet; ein paar Tage darauf schickte mir W. Nowotny das Bild eines weiteren blauen Schleimpilzes aus der Nähe von Graz, und aktuell erhielt ich eine Information über eine offenbar blaue Arcyria aus der Nähe von Schwäbisch Gmünd. Die Aussagen der Schleimpilzspezialisten lauten alle gleich:  „nie gesehen“.

Es handelt sich jeweils um verschiedene Arten, so dass eine artliche Farbabweichung bei Ceratiomyxa ausgeschlossen werden kann. Weltweit wurde einmal 2019 aus Kanada über einen blauen Fund berichtet und im Internet veröffentlicht. Bislang hat niemand eine Erklärung für die hierzulande erstmals aufgetretenen türkisblauen Färbungen von Plasmodien gefunden. Schleimpilzsucher sind nun aufgerufen, die Augen offen zu halten und nach weiteren blauen Exemplaren Ausschau zu halten.

Bisher liegen keine ausgereiften blauen Fruktifikationen vor, an denen weitere Untersuchungen angestellt werden können, um dieses Phänomen aufzuklären.

Autor(en): 

Marion Geib

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